РАСТВОРИМЫЕ ПИЩЕВЫЕ ВОЛОКНА

 

 

РАСТВОРИМЫЕ ПИЩЕВЫЕ ВОЛОКНА

РАСТВОРИМЫЕ ПИЩЕВЫЕ ВОЛОКНА, ОДНО ИЗ ВАЖНЕЙШИХ ПИТАТЕЛЬНЫХ ВЕЩЕСТВ ДЛЯ МИКРОБИОТЫ КИШЕЧНИКА

Zhi-Wei Guan, En-Ze Yu and Qiang Feng

Soluble Dietary Fiber, One of the Most Important Nutrients for the Gut Microbiota

Molecules 2021, 26(22), 6802

Растворимые пищевые волокна (ферментируемые волокна или пребиотические волокна) - это тип пищевых волокон, которые растворяются в воде, обычно ферментируются в толстой кишке в газы и физиологически активные побочные продукты, такие как короткоцепочечные жирные кислоты, вырабатываемые кишечными бактериями.

Резюме

Пищевые волокна - широко признанные питательные вещества для здоровья человека. Предыдущие исследования доказали, что пищевые волокна имеют важное значение для здоровья желудочно-кишечного тракта, регулируя микробиоту кишечника. Более того, механистические исследования показали, что физиологические функции различных пищевых волокон в значительной степени зависят от их физико-химических характеристик, одной из которых является растворимость. По сравнению с нерастворимыми пищевыми волокнами, растворимые волокна легко доступны и метаболизируются определенными микроорганизмами в кишечнике с производством ряда полезных и функциональных метаболитов. В этом обзоре мы описали структуру, характеристики и физиологические функции растворимых пищевых волокон как важных питательных веществ. Мы особенно сосредоточились на влиянии растворимых пищевых волокон на здоровье человека через регулирование микробиоты кишечника и рассмотрели их влияние на диетические и клинические вмешательства.

1. ВВЕДЕНИЕ

Схема питания тесно связана со здоровьем человека. Hu et al. определили две основных модели питания - разумную и западную [1]. Разумная диета считается здоровой и характеризуется повышенным потреблением овощей, фруктов, бобовых, цельнозерновых, рыбы и птицы. По сравнению с разумной диетой, западная диета характеризуется обилием красного мяса, жиров и рафинированных углеводов [2]. Западная диета способствует повышенному риску неинфекционных заболеваний, особенно желудочно-кишечных заболеваний и болезней обмена веществ, которые частично объясняются дефицитом пищевых волокон в западной диете [4,5,6,7,8,9,10]. Согласно широко принятому определению, принятому в Codex Alimentarius в 2009 году, пищевые волокна считаются съедобными углеводными полимерами с тремя или более мономерными единицами, которые устойчивы к эндогенным пищеварительным ферментам и, следовательно, не гидролизуются и не всасываются в тонком кишечнике [11]. По своей структуре пищевые волокна можно разделить на некрахмальные полисахариды, устойчивые крахмалы (RS) и устойчивые олигосахариды. Более того, неуглеводный полимер, лигнин, сосуществующий с целлюлозой в стенках растительных клеток, также рассматривается в этом определении как пищевое волокно. Исходя из источника, пищевые волокна в основном состоят из трех подгрупп: (I) углеводные полимеры, естественным образом присутствующие в съедобных растениях и потребляемые в виде овощей, фруктов, семян, злаков и клубней; (II) съедобные углеводные полимеры, полученные из сырых пищевых продуктов физическими, ферментативными и химическими способами, которые обладают доказанной физиологической пользой (например, резистентные олигосахариды, инулин и псиллиум); и (III) синтетические углеводные полимеры с доказанным физиологическим действием (например, метилцеллюлоза) [11,12].

Пищевые волокна из пищи проходят через тонкий кишечник в толстый кишечник, где они играют физиологическую роль. Пищевые волокна содержат множество органических полимеров с разными мономерами, связанными разными гликозидными связями, демонстрируя сложную и гетерогенную структуру [13]. Чтобы помочь коррелировать физико-химические характеристики пищевых волокон с их физиологическими функциями, было разработано множество способов классификации пищевых волокон, в том числе по растворимости, вязкости и ферментируемости [14]. В зависимости от растворимости пищевые волокна можно разделить на нерастворимые и растворимые (SDF) [15]. Сахарные цепочки в нерастворимых пищевых волокнах связаны друг с другом плотными водородными связями, образуя гидрофобную и кристаллическую структуру, которая может противостоять гидролизу экзогенных глюкозидаз. Целлюлоза, являющаяся наиболее широко распространенным нерастворимым волокном в природе, представляет собой полисахарид с высокой молекулярной массой, состоящий из β-глюкозы. Это основной структурный компонент стенок растительных клеток, который обычно сочетается с гемицеллюлозой, пектином и лигнином [16]. Схематическая диаграмма молекулярной структуры целлюлозы показана на рисунке 1A. Большинство нерастворимых пищевых волокон, таких как целлюлоза, гемицеллюлоза и лигнин, влияют на увеличение объема фекального материала, но не используются или просто медленно усваиваются кишечными бактериями. Напротив, растворимые пищевые волокна (SDF) могут легко и быстро метаболизироваться кишечными бактериями, в процессе чего SDFs значительно влияют на численность и разнообразие микробиоты кишечника человека [17]. Исследования подтвердили, что пищевые волокна, особенно SDFs, могут положительно регулировать микробиоту кишечника и метаболизироваться до полезных продуктов, в основном короткоцепочечных жирных кислот (SCFAs), что обеспечивает множество преимуществ для здоровья человека, таких как снижение риска желудочно-кишечных заболеваний, включая синдром раздраженного кишечника (СРК), воспалительное заболевание кишечника (ВЗК), дивертикулярная болезнь, функциональный запор, недержание кала и колоректальный рак (CRC) [18,19,20].

Рисунок 1. Схематическая диаграмма структур типичных нерастворимых пищевых волокон и растворимых пищевых волокон (SDFs). (А). Представитель нерастворимых пищевых волокон – целлюлоза; (В). Представитель резистентных олигосахаридов - FOS и GOS. (С). Представитель вязкого SDF - β-глюкан.

Здесь мы суммировали структуры и характеристики растворимых пищевых волокон (SDF), а также их влияние на микробиоту кишечника, благодаря чему они помогают улучшить здоровье человека. Мы надеемся, что этот обзор поможет читателям узнать об SDFs и их влиянии на микробиоту кишечника, а также даст некоторые советы для будущих исследований в смежных областях.

2. РАСТВОРИМЫЕ ПИЩЕВЫЕ ВОЛОКНА (SDF) ВКЛЮЧАЮТ МНОЖЕСТВО РАЗЛИЧНЫХ ВЕЩЕСТВ.

Растворимость означает способность пищевых волокон растворяться в воде. По сравнению с нерастворимыми пищевыми волокнами SDFs обладают высоким сродством к воде. В состав SDFs входят различные активные вещества с разной структурой, которые в основном состоят из резистентных олигосахаридов и вязких пищевых волокон с высокой молекулярной массой [21]. Стоит отметить, что растворимость может сильно варьироваться в зависимости не только от структуры волокон, но и от внешних факторов, таких как температура и значение pH [13]. Например, растворимость пектина улучшается с увеличением количества его боковых цепей [22]. Кроме того, некоторые вязкие волокна получают путем химической модификации нерастворимых волокон, таких как метилцеллюлоза и резистентный крахмал (RS) типа IV (RS-4), которые были произведены из целлюлозы и RS типа II (RS-2) соответственно [23,24].

Устойчивый крахмал II типа (RS-2) - крахмал богатый амилозой, устойчив к усвоению, частично может быть расщеплен энзимами. Содержится в зелёных незрелых бананах, сыром картофеле, длиннозёрном рисе и некоторых бобовых. Промышленная обработка и приготовление снижают устойчивость этого крахмала к пищеварению.

Устойчивый крахмал IV типа (RS-4) производится из обычного крахмала с помощью обработки (химически модифицированный крахмал). Согласно исследованиям in vitro наиболее устойчив к пищеварению.

Примечательно, что SDFs включают большое количество активных веществ, демонстрирующих сложную структуру, которые можно вводить в форме натуральных пищевых продуктов или пищевых добавок [25]. Принимая во внимание тот факт, что определенные пищевые волокна, включая большинство SDFs, способствуют распространению определенных пробиотиков, их также называют углеводами, доступными для микробиоты (MACs) или пребиотиками [26]. Определение пребиотика, опубликованное в 2017 году, - это субстрат, который избирательно используется микроорганизмами-хозяевами, принося пользу для здоровья [27]. Структура, источники и физико-химические характеристики обычных SDFs приведены в таблице 1.

Устойчивые олигосахариды, которые также называют функциональными олигосахаридами, относятся к олигосахаридам со степенью полимеризации (DP) от 3 до 9, которые обладают пребиотическим действием. Фруктоолигосахариды (FOS) и галактоолигосахариды (GOS) являются наиболее изученными и типичными резистентными олигосахаридами. Они легко ферментируются в кишечнике из-за их низкой молекулярной массы и высокой растворимости [28]. Схематическая диаграмма молекулярных структур FOS и GOS показана на рисунке 1B. Получение устойчивых олигосахаридов может быть достигнуто ферментативными методами, такими как гидролиз и изомеризация, а также химическими методами [29,30].

Инулин представляет собой цепной полисахарид, состоящий из D-фруктозы, связанной β-гликозидной связью с глюкозой на конце, и с DP от 2 до 60 [31]. Инулины с DP менее 10 относятся к резистентным олигосахаридам, а остальные относятся к вязким пищевым волокнам. Из-за их большой молекулярной массы и сильной гидрофильности вязкие волокна, включая β-глюкан, пектины и камеди, могут растворяться в воде, а также образовывать студенистую структуру в необходимой критической концентрации с водоудерживающей способностью, которая может ингибировать всасывание глюкозы и липидов в кишечнике [17]. β-глюкан состоит из D-глюкозы, связанной β-гликозидной связью, которая является основным структурным компонентом стенок растительных клеток и также может быть синтезирована с помощью ферментной технологии [32]. Схематическая диаграмма структуры вязкого β-глюкана показана на рисунке 1C. Пектин, гетерополисахарид, широко распространенный в средней ламелле и первичных клеточных стенках растений, в основном состоит из D-галактуроновых кислот, связанных α-1,4-гликозидной связью, и содержит небольшое количество рамнозы, арабинозы и галактозы [33]. Камеди - это высокомолекулярные углеводы, которые при низких концентрациях могут соединяться с водой с образованием гелей. Камеди бывают разных видов, такие как экссудатные камеди (например, камедь акации), слизистые камеди (например, псиллиум) и микробные камеди (например, ксантановая камедь). Экссудатные камеди - это экссудаты определенных деревьев и кустарников, которые широко используются в пищевой и других отраслях промышленности, поскольку их легко производить [34].

Большинство вязких пищевых волокон быстро и полностью ферментируются в воде с исчезновением студенистой структуры, но есть исключения, такие как псиллиум. Псиллиум, широко известная и изученная диетическая камедь, представляет собой порошок, измельченный из семян яйцевидного плантаго (Plantago ovate  или подорожник яйцевидный). Псиллиум богат слизью, которая представляет собой смесь полисахаридов, состоящих из пентоз, гексоз и уроновых кислот [35]. Результаты экспериментов in vitro показали, что псиллиум представляет собой разновидность ферментируемой клетчатки, но эксперименты in vivo подтвердили, что псиллиум с трудом поддается ферментации [36]. Следовательно, по сравнению с другими ферментируемыми вязкими волокнами псиллиум всегда может сохранять свою водоудерживающую способность в кишечнике, что является причиной того, что псиллиум используется в клиниках в качестве слабительного [35].

Метилцеллюлоза - простейшее производное целлюлозы. Ее получают путем подщелачивания целлюлозы и последующего метилирования щелочной целлюлозы хлорметаном, в процессе которого метильные группы замещают водороды гидроксилов в положениях C-2, C-3 и/или C-6 β-D-глюкозных единиц в целлюлозе. Наконец, продукт очищают и измельчают до порошка. Метилцеллюлоза одобрена в качестве загустителя и желирующей добавки в пищевой промышленности во многих странах [37]. Как вязкое пищевое волокно, метилцеллюлоза полностью неферментируется в кишечнике, но обладает функцией расслабления кишечника [38].

Резистентный крахмал (RS) - это разновидность крахмала, который не переваривается в тонкой кишке, а затем попадает в толстую кишку, где может быть использован некоторыми специализированными бактериями [39]. RS делится на пять подтипов. Хотя все типы RS проявляют пребиотическую активность, только RS-4 является растворимым. RS-4 представляет собой группу крахмалов, которые химически модифицированы путем конверсии, замещения или сшивания с целью снижения их усвояемости в тонком кишечнике [40].

Таблица 1. Структуры, источники и физико-химические характеристики обычных растворимых пищевых волокон (SDF) и их влияние на микробиоту кишечника.

FOS: фруктоолигосахариды, GOS: галактоолигосахариды, DP: степень полимеризации, RS-4: устойчивый крахмал IV типа.

3. МЕХАНИЗМ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ РАСТВОРИМЫХ ПИЩЕВЫХ ВОЛОКОН (SDF) КИШЕЧНОЙ МИКРОБИОТОЙ.

Человеческий организм населен триллионами микроорганизмов, большинство из которых - бактерии [53]. Они тесно связаны со здоровьем человека, и кишечник является их наиболее густонаселенной средой обитания [54]. В 2020 году Almeida et al. создали коллекцию Unified Human Gastrointestinal Genome (UHGG) путем редактирования и анализа предыдущих наборов данных микробиома кишечника человека. UHGG состоит из 204 938 неизбыточных геномов 4644 прокариот кишечника и на сегодняшний день является наиболее полной базой данных последовательностей микробиома кишечника человека [55]. Firmicutesи Bacteroidetes являются доминирующими типами микробиоты кишечника [56]. Пищеварительные ферменты человеческого тела не могут разрушать растворимые пищевые волокна (SDF). Когда SDFs в пищевых продуктах попадают в толстую кишку через тонкий кишечник, кишечные бактерии могут расщеплять SDFs на олигосахариды или моносахариды посредством различных систем деградации, а затем поглощать их с помощью специальных транспортных систем для получения источника энергии [57]. Хотя каждый организм содержит относительно мало целлюлолитических ферментов, кишечные микробы в целом содержат около 130 семейств гликозид-гидролаз (GH), 22 семейства полисахарид-лиаз (PL) и 16 семейств углеводных эстераз, которые обеспечивают микробиоте гибкость при переключении между различными источниками энергии из волокон [58].

Что касается разложения длинноцепочечных пищевых волокон, исследования in vitro путем совместного культивирования с образцами фекалий человека показали, что виды из типа Firmicutes (например, Ruminococcus bromii, Eubacterium rectale, Clostridium spp. и Roseburia spp.), Bifidobacterium spp. и Bacteroides spp. являются основными разрушителями устойчивого крахмала (RS) [59,60]. Однако биоинформатический анализ модельного человеческого микробиома, созданного из 177 человеческих микробных геномов, показал, что бактерии из типа Bacteroidetes, вероятно, являются первичными деструкторами различных сложных полисахаридов в стенках растительных клеток [61]. Многие кишечные микробы разработали различные стратегии использования SDFs. Например, Bacteroides, типичные грамотрицательные бактерии, являются наиболее широко изученными микробами в области транспорта полисахаридов и их утилизации микробиотой кишечника из-за своей эффективной системы разложения полисахаридов, что может быть причиной того, что Bacteroides являются доминирующими бактериями в микробиоте кишечника. Около 20% генов в геноме Bacteroides участвуют в утилизации полисахаридов [57]. Транспортировка и разложение полисахаридов требует участия множества функциональных белков, и система, содержащая эти белки, называется системой утилизации крахмала (Sus). Sus состоит из восьми компонентов, SusA-SusG и SusR, которые отвечают за обнаружение, связывание, гидролиз и транспорт экзогенных полисахаридов соответственно [62]. Примечательно, что все Bacteroides обладают ортологическими компонентами Sus-системы, многие из которых, как было продемонстрировано, ответственны за абсорбцию и использование специфических SDFs, таких как инулин и пектин [63]. Более того, некоторые грамположительные бактерии в микробиоте кишечника также играют важную роль в процессе утилизации гликанов. Наиболее представительным грамположительным кишечным сахаролитическим микробом является род Bifidobacterium из типа Actinobacteria [64]. Биоинформатический анализ показал, что гены, кодирующие модули, участвующие в утилизации углеводов, составляют почти 13% идентифицированных генов в геноме бифидобактерий [65]. В отличие от грамотрицательных бактерий, грамположительные бифидобактерии не имеют периплазматического пространства. Следовательно, сложные полисахариды сначала необходимо расщепить внеклеточно в олигосахариды с помощью гликозид-гидролаз (GH), закрепленных на поверхности клетки. Затем полученные олигосахариды транспортируются в цитоплазму для дальнейшей деградации или разделяются другими членами кишечной микробиоты в качестве источников питания [66]. Способность бактерий разрушать волокна зависит от длины цепочки волокон. Устойчивые олигосахариды обычно легче разлагаются, чем полисахариды. Многие бактерии микробиоты кишечника могут использовать короткоцепочечные волокна. Было обнаружено, что помимо разрушителей длинноцепочечных волокон, Faecalibacterium prausnitzii и Lactobacillus spp. способны утилизировать FOS in vitro [67]. За исключением разложения SDFs, последующее производство SCFAs также необходимо для здоровья человека. SCFAs - это жирные кислоты с 1-6 атомами углерода (в основном, ацетат, пропионат и бутират). Сукцинат и лактат также вырабатываются кишечными микробами, но они обычно рассматриваются как промежуточные продукты из-за их небольшого количества и превращения их в SCFAs другими микроорганизмами. Текущие результаты показали, что польза для здоровья от SDFs больше зависит от SCFAs [15,20]. Доказано, что многие кишечные бактерии являются специфическими продуцентами SCFAs, хотя некоторые из них обладают плохой способностью разрушать SDFs (например, Anaerostipes spp., Coprococcus spp., Dialister spp., Veillonella spp. и Salmonella spp.) [20, 68]. Процесс разложения и метаболизма SDFs микробиотой кишечника показан на рисунке 2.

Рисунок 2. Схематическая диаграмма процесса разложения и метаболизма растворимых пищевых волокон (SDFs) кишечной микробиотой.

Приведенные выше данные указывают на связь между способностью кишечных бактерий к утилизации гликанов и соответствующей экологической нишей в кишечнике человека. Это также делает метаболизм SDFs тесно связанным со здоровьем человека.

4. ВЛИЯНИЕ РАСТВОРИМЫХ ПИЩЕВЫХ ВОЛОКОН (SDF) НА МИКРОБИОТУ КИШЕЧНИКА.

Пищевые волокна, особенно SDFs, являются основным источником углерода и энергии для кишечной микробиоты. SDFs обладают пребиотическим действием, увеличивая количество полезных бактерий и улучшая кишечную среду [69].

Например, FOS может эффективно увеличивать бактериальное разнообразие микробиоты кишечника человека и улучшать численность бифидобактерий и лактобацилл [41]. Результаты исследования Yang et al. показали, что введение GOS способствует улучшению нейровоспалительной и когнитивной дисфункции на модели абдоминальной хирургии на крысах. Кроме того, углубленный анализ фекальной микробиоты с помощью секвенирования гена 16S рРНК показал, что введение GOS может вызвать значительное увеличение β-разнообразия микробиоты кишечника и пролиферацию Bifidobacterium и других потенциально противовоспалительных бактерий [42]. Было подтверждено, что инулин полезен для здоровья, регулируя микробиоту кишечника. У мышей ob/ob было обнаружено, что диета, содержащая инулин, может улучшить накопление жира и непереносимость глюкозы. Дальнейший анализ фекальной микробиоты показал, что β-разнообразие мышей ob/ob имело тенденцию к уровню мышей дикого типа, а семейство Prevotellaceae UCG 001 было значительно обогащено, что положительно повлияло на связанные с лептином пути у мышей ob/ob [43]. В рандомизированном контролируемом исследовании здоровых взрослых добавление инулина агавы улучшило разнообразие и активность микробиоты кишечника, включая увеличение количества Bifidobacteria и истощение Desulfovibrio [44]. Зерновые - основной диетический источник β-глюкана. Исследование на крысах показало, что введение β-глюкана из злаков может способствовать росту бифидобактерий и лактобацилл, в то время как оно может уменьшить обилие энтеробактерий (Enterobacteriaceae) дозозависимым образом [45].  Было продемонстрировано, что пектин, богатый рамногалактуронаном-I, который получают из мембран сегментов цитрусовых, значительно стимулирует выработку Bifidobacteria, Lactobacilli и Faecalibaculum spp. у самцов мышей C57BL/6J и метаболизируются до SCFAs, что снижает значение pH в кишечнике [46]. Другой эксперимент с самками мышей C57BL/6J показал, что введение пектина, экстрагированного из апельсиновой корки, облегчило развитие колита, вызванного Citrobacter rodentium, что может быть связано с увеличением разнообразия кишечной микробиоты [47]. Камедь акации, также известная как гуммиарабик, полисахаридная камедь с разветвленной цепью, производимая в основном из акации сенегальской, состоит из арабинозы и галактозы [34]. Calame et al. обнаружили, что потребление камеди акации в дозе 10 г/день было эффективным в увеличении численности бифидобактерий и лактобацилл у здоровых добровольцев [48]. Результаты исследования in vitro, проведенного Rawi et al. показали, что камедь акации значительно увеличивает количество бифидобактерий, в то время как подавляет количество бактерий Clostridium histolyticum, вызывающих дисбиоз кишечника. Более того, камедь акации способствует выработке бутирата, который также может способствовать улучшению микробиоты кишечника [49]. Резистентные крахмалы (RS), как нерастворимые, так и растворимые, могут ферментироваться и использоваться микроорганизмами толстой кишки. Они могут увеличивать количество Bacteroides, Bifidobacteria, Lactobacilli, Coprococcus и Allobaculum [50,51,52] и совместно выполнять свои пребиотические эффекты с другими активными компонентами, такими как олигосахарид хитозана [70]. Влияние SDFs на микробиоту кишечника суммировано в таблице 1.

За исключением различных типов и количеств SDFs и других полисахаридов из пищи, пищевые и эндогенные белки и муцины, которые поступают из эпителиальных клеток кишечника, также являются питательными веществами для микробиоты кишечника [66,71]. Эпителий кишечника покрыт и защищен слизистым слоем, чтобы бактерии были изолированы от слизистой оболочки [72]. Растворимые пищевые волокна (SDFs) и короткоцепочечные жирные кислоты  (SCFAs) стимулируют выработку и секрецию слизи [73]. Недостаточное потребление SDFs приведет к уменьшению количества пробиотиков и переводу метаболизма кишечной микробиоты на использование аминокислот в других субстратах, что может привести к повреждению слизистой оболочки кишечника за счет накопления вредных метаболитов, таких как жирные кислоты с разветвленной цепью, аммиак, амины, N-нитрозосоединения и фенольные соединения [74]. Следовательно, диета с высоким содержанием сахара, жира и белка, но с низким содержанием клетчатки может привести к развитию хронических воспалительных заболеваний, таких как ВЗК, колоректальный рак (CRC), аллергии, сердечно-сосудистые заболевания и ожирение [75,76,77]. Достаточное потребление SDFs может защитить слизистую оболочку кишечника от разложения кишечными бактериями и в определенной степени предотвратить эти заболевания.

Изучение влияния SDFs на здоровье через микробиоту кишечника сложно из-за определенных помех. Во-первых, в экспериментах на животных часто используются очищенные или модифицированные SDFs в форме кормовых добавок. Однако физико-химические свойства SDFs, такие как вязкость или ферментируемость, могут отличаться, когда SDFs употребляются в виде натуральных пищевых продуктов, что приводит к изменению их физиологических функций. Во-вторых, натуральные продукты, богатые SDFs, также содержат другие полезные питательные вещества, такие как минералы и фитохимические вещества, что затрудняет определение точного воздействия только SDFs на здоровье человека. Таким образом, вопрос о том, можно ли применить результаты экспериментов на животных к людям, требует дальнейшего изучения.

5. РАСТВОРИМЫЕ ПИЩЕВЫЕ ВОЛОКНА (SDF) И ИХ МЕТАБОЛИТЫ ДЕМОНСТРИРУЮТ ВАЖНЫЕ ФИЗИОЛОГИЧЕСКИЕ ЭФФЕКТЫ НА ЗДОРОВЬЕ ЧЕЛОВЕКА.

Хотя SDFs напрямую не обеспечивают человека энергией, SDFs сами по себе проявляют определенные физиологические функции как признанные питательные вещества. Помимо стимуляции выработки и секреции слизи, SDFs и SCFAs выполняют другие важные физиологические функции. В этом разделе мы суммировали физиологические функции SDFs, в том числе те, которые приписываются SCFAs.

5.1. ПОВЫШЕНИЕ СЫТОСТИ И СНИЖЕНИЕ ПОТРЕБЛЕНИЯ ЭНЕРГИИ

Вязкие SDFs замедляют гидролиз и всасывание энергетических питательных веществ из пищи в тонком кишечнике, таких как крахмал и триглицериды. Таким образом, SDFs могут значительно снизить общее потребление энергии, а также глюкозы и холестерина, поэтому они способствуют замедлению процесса ожирения, сахарного диабета 2 типа (СД2), гиперлипидемии и связанных с ними метаболических заболеваний [78,79]. Затем химус попадает в терминальную часть подвздошной кишки и стимулирует ее, где слизистая оболочка отвечает и высвобождает глюкагоноподобный пептид-1 (GLP-1). Результаты экспериментов на людях и свиньях показали, что GLP-1 может ингибировать опорожнение желудка и снижать перистальтику кишечника [80,81]. Следовательно, вязкие SDFs помогают контролировать аппетит, улучшают чувствительность к инсулину и снижают вес.

5.2. СОДЕЙСТВИЕ МЕТАБОЛИЗМУ И УСВОЕНИЮ АКТИВНЫХ ВЕЩЕСТВ

Многие вязкие SDFs могут служить платформой для метаболизма активных веществ. Возьмем, к примеру, желчные кислоты. Желчные кислоты производятся в печени и метаболизируются ферментами кишечных бактерий, которые не только способствуют усвоению пищевых жиров, но также играют незаменимую роль в поддержании здоровой микробиоты кишечника, сбалансированном липидном и углеводном обмене, чувствительности к инсулину и врожденном иммунитете [82]. В верхнем сегменте подвздошной кишки и толстой кишки конъюгированные первичные желчные кислоты соединяются с SDFs, где они гидролизуются до свободных первичных желчных кислот гидролазой солей желчных кислот (BSH) из кишечных бактерий, в основном Bacteroides и Lactobacilli [83]. Затем 7α-дегидроксилаза также из кишечных бактерий, таких как Clostridium spp. и Eubacterium spp., катализирует свободные первичные желчные кислоты до вторичных желчных кислот [84,85].

Помимо органических субстратов, вязкие SDFs могут связываться с неорганическими питательными веществами, такими как ионы металлов. Сообщалось, что после связывания с SDFs кальций, магний, железо, медь и цинк транспортируются в дистальный отдел толстой кишки. При разложении SDFs местными бактериями ионы высвобождаются и проявляют специфические эффекты, включая сопротивление патогенам, увеличение разнообразия кишечного бактериального сообщества и защиту кишечника от инфекции [76]. Кроме того, SCFAs, вырабатываемые ферментирующими SDFs микробами кишечника, соединяются с ионами с образованием растворимых солей, которые более склонны к всасыванию толстой кишкой [86,87].

5.3. КОРОТКОЦЕПОЧЕЧНЫЕ ЖИРНЫЕ КИСЛОТЫ (SCFA) ДЕЙСТВУЮТ КАК ИНГИБИТОРЫ ГИСТОНДЕАЦЕТИЛАЗЫ (HDAC)

Внутриклеточный бутират и пропионат подавляют активность HDAC в клетках толстой кишки и иммунных клетках, что приводит к гиперацетилированию гистонов, что, в свою очередь, влияет на экспрессию генов и дифференцировку клеток, пролиферацию и апоптоз [88]. Многие исследования показали, что SCFAs обладают важным противовоспалительным действием из-за ингибирования HDAC. Например, SCFAs могут подавлять провоспалительные цитокины, такие как интерлейкин-6 (IL-6) и IL-12, в макрофагах толстой кишки и дифференцировать дендритные клетки из стволовых клеток костного мозга [89, 90]. Более того, SCFAs могут индуцировать регуляторные Т-клетки (Treg) толстой кишки у мышей [91]. Имеются также доказательства того, что бутират и пропионат могут индуцировать дифференцировку Tregs, которые могут экспрессировать фактор транскрипции Foxp3 посредством увеличения ацетилирования в локусе гена foxP3. Было обнаружено, что Foxp3 играет решающую роль в контроле воспаления кишечника у мышей [92]. Кроме того, бутират и пропионат активируют сигнальный путь AP-1 в эпителиальных клетках человека, который играет важную роль в контроле пролиферации и индукции апоптоза клеток рака толстой кишки [93].

Короче говоря, SCFAs, особенно бутират, не только обеспечивают наибольшую энергию для клеток толстой кишки, но также в значительной степени помогают в предотвращении воспаления и колоректального рака (CRC) из-за ингибирования HDAC.

5.4. КОРОТКОЦЕПОЧЕЧНЫЕ ЖИРНЫЕ КИСЛОТЫ (SCFA) ЯВЛЯЮТСЯ ВАЖНЫМИ ЛИГАНДАМИ ДЛЯ СПЕЦИФИЧЕСКИХ РЕЦЕПТОРОВ, СВЯЗАННЫХ С G-БЕЛКОМ (GPCR)

Помимо действия в качестве ингибиторов HDAC, SCFAs также выполняют важные физиологические функции в качестве лигандов для GPCRs. Было доказано, что три GPCRs (GPR41, GPR43 и GPR109A), участвующие в иммунной регуляции, специфически реагируют на свободные жирные кислоты. Поэтому GPR43 и GPR41 также были названы FFAR2 (рецептор свободных жирных кислот 2) и FFAR3 соответственно [94].

У мышей бутират может увеличивать секрецию Treg, IL-18 и T-клеток, продуцирующих IL-10, в эпителиальных клетках кишечника посредством стимуляции GPR109A [95]. Кроме того, исследование Macia et al. у мышей показали, что SCFAs, полученные из диеты с высоким содержанием клетчатки, стимулировали GPR43 и GPR109A для активации инфламмасомы NLRP3, которая продуцирует IL-18. Этот эффект поддерживает гомеостаз кишечника за счет уменьшения воспалительной реакции кишечника и поддержания целостности слизистого барьера, что предотвращает бактериальную инвазию и инфекцию [96]. В кишечнике и белой жировой ткани (WAT) мышей SCFA-зависимая стимуляция GPR43 (особенно ацетата и пропионата) оказывает положительное влияние на улучшение метаболизма глюкозы и липидов за счет секреции GLP-1 и антилиполитической активности, соответственно [97]. GPR41 также играет роль в регулировании аппетита. Samuel et al. сообщили, что, связываясь с GPR41, SCFAs индуцируют продукцию пептида YY, который ингибирует моторику желудочно-кишечного тракта и секрецию желудочной кислоты у мышей [98].

Вышеупомянутые исследования показали, что SCFAs обладают значительными иммунологическими и метаболическими функциями в качестве лигандов для GPCRs, влияя на частоту ВЗК, CRC (и других видов рака), а также хронических метаболических заболеваний.

Выявленные физиологические эффекты SDFs и SCFAs на здоровье человека суммированы на Рисунке 3.

Рисунок 3. Сводка выявленных физиологических эффектов растворимых пищевых волокон (SDFs) и короткоцепочечных жирных кислот (SCFAs) на здоровье человека.

6. БЕЗОПАСНОСТЬ РАСТВОРИМЫХ ПИЩЕВЫХ ВОЛОКОН

Хотя SDFs демонстрируют отличное воздействие на здоровье, нельзя игнорировать тот факт, что несоответствующее потребление SDFs может привести к определенным опасностям для здоровья, которые зависят от типа и количества SDFs, а также от физиологического фона хозяина.

Во-первых, внезапное увеличение потребления SDFs, даже при разумном употреблении, может привести к вздутию живота, метеоризму, запорам, диарее и другим синдромам СРК [99,100]. Во-вторых, как упоминалось выше, связывание SDFs может в определенной степени способствовать абсорбции определенных питательных микроэлементов, таких как ионы некоторых металлов, в толстой кишке. Однако исследование шести здоровых молодых женщин, проведенное Riedl et al. показали, что биодоступность β-каротина, ликопина и лютеина заметно снижается за счет трех различных типов SDFs, пектина, гуаровой камеди и альгината [101]. Это говорит о том, что чрезмерное потребление SDFs может быть невыгодным для некоторых людей с дефицитом питательных микроэлементов. Кроме того, Bruggencate et al. сообщили, что быстрая ферментация FOS эндогенной микробиотой повреждает барьер слизистой оболочки кишечника и увеличивает кишечную проницаемость, что вызывает инфекцию патогена у крыс [102]. Более того, исследование Singh et al. обнаружили, что при разработке рациона, богатого рафинированным инулином или другими SDFs, для кормления мышей с дефицитом TLR5 (T5KO-мыши) и ожирением, вызванным дисрегуляцией кишечной микробиоты, около 40% мышей имели более низкий вес, чем раньше. Однако многие мыши страдали желтушной гепатоцеллюлярной карциномой (ГЦК). Дальнейшие исследования показали, что ГЦК, индуцированная SDFs, развивается у мышей в результате повышения уровня вторичных желчных кислот в системном кровотоке, холестаза и гибели гепатоцитов с последующим нейтрофильным воспалением печени. Кроме того, анализ фекальной микробиоты с помощью секвенирования 16S рРНК показал, что у мышей с предрасположенностью к ГЦК наблюдается дисбиоз кишечника, характеризующийся потерей видового богатства и разнообразия и увеличением типа Proteobacteria и микробов, использующих клетчатку, включая Clostridium spp. Однако такая ГЦК у T5KO-мышей не может быть вызвана целлюлозой, нерастворимой и неферментируемой клетчаткой, и не наблюдалась у мышей, свободных от микробов или леченных антибиотиками [103]. Хотя некоторые желчные кислоты, особенно вторичные желчные кислоты, действуют как своего рода метаболиты с важными физиологическими функциями, было доказано, что они цитотоксичны и способствуют развитию рака, в т.ч. оказывают неблагоприятное воздействие на структуру и функцию эпителия толстой кишки многими механизмами, включая окислительное повреждение ДНК, воспаление, активацию NF-KB, снижение апоптоза и дифференцировки, а также усиление пролиферации клеток [104]. Помимо ГЦК, было продемонстрировано, что измененный профиль желчных кислот, полученный в результате нарушения регуляции микробиоты кишечника, связан с различными заболеваниями органов пищеварения. Например, у многих пациентов, страдающих колоректальным раком, наблюдался аномальный метаболизм желчных кислот, характерный для избыточных вторичных желчных кислот. Эти избыточные вторичные желчные кислоты, включая дезоксихолевую кислоту, литохолевую кислоту и таурохенодезоксихолевую кислоту, возникают в результате аберрантного повышения некоторых кишечных бактерий, экспрессирующих гидролазу желчных солей (BSH) и 7α-дегидроксилазу, доля которых значительно выше, чем в кишечной микробиоте здоровых людей [82]. Эти факты намекали на то, что, несмотря на заметные физиологические преимущества, обогащение рационов с помощью SDFs следует проводить с большой осторожностью, поскольку это может вызвать серьезные расстройства пищеварения, особенно на фоне дисрегуляции микробиоты кишечника.

7. ВЫВОДЫ И ПЕРСПЕКТИВЫ.

Исследования подтвердили, что микробиота кишечника тесно связана со здоровьем человека. Результаты экспериментов на мышах показали, что генетический фон составляет менее 12% различий микробиоты кишечника, а структура диеты и привычки вносят вклад в 57% [105]. Растворимые пищевые волокна (SDFs) имеют значительное преимущество в улучшении микробиоты кишечника из-за их высокой эффективности ферментации. Более того, многие проспективные когортные исследования показали, что разнообразие микробиоты кишечника отрицательно коррелирует с частотой возникновения многих хронических заболеваний, включая ВЗК, колоректальный рак (CRC), ожирение и сахарный диабет 2 типа (СД2) [106-110]. Принимая во внимание тот факт, что определенные SDFs могут способствовать размножению определенных кишечных бактерий, диета, богатая различными SDFs, полезна для здоровья. Разумное сочетание различных SDFs в сырой пище, несомненно, полезно для улучшения микробиоты кишечника. Кроме того, исследования также показали, что реакция хозяина на вмешательство SDFs персонализирована, и результаты в значительной степени зависят от экологии кишечника человека до лечения [15]. Таким образом, на основе точного анализа экологии кишечника хозяина индивидуализированное диетическое вмешательство с использованием SDFs в сочетании с антибактериальной терапией и / или трансплантацией фекальных микробов (FMT) может быть эффективным для улучшения здоровья, особенно для профилактики и лечения кишечных заболеваний. У SDFs есть многообещающее будущее за счет увеличения сообщества полезных микроорганизмов и продуктов их роста и метаболизма в организме хозяина. Примечательно, что некоторые проспективные когортные исследования показали, что нерастворимые волокна в рационе иногда лучше защищают от некоторых метаболических заболеваний (например, СД2), чем SDFs [111]. В то же время, учитывая побочные эффекты SDFs в результате дисрегулированной микробной ферментации, точное потребление SDFs, а также разумная связь с нерастворимыми пищевыми волокнами на основе фона микробиоты кишечника у хозяев имеет большое значение для достижения цели профилактики и лечения заболеваний. С развитием анализа микробиома функции экологии кишечника станут более ясными. Точное понимание метаболических путей и конечных продуктов, связанных с использованием SDFs и других питательных веществ микробиотой кишечника, является предметом настоящего исследования. Существует острая необходимость в выяснении взаимодействия между уровнями бактериальных штаммов и конкретными типами SDFs, что, несомненно, может помочь улучшить здоровье человека за счет точного определения разнообразия и функций микробиоты кишечника.

Дополнительная информация:

• Лечебно-профилактические свойства пищевых волокон
• Влияние пищевых волокон на кишечную микробиоту в здоровье и заболевании хозяина
• Диета, здоровье и микробиота кишечника
• Диета-взаимодействие микробиоты и персонализированное питание
• Роль диетических питательных веществ в модуляции кишечной микробиоты
• Синбиотики
• Пробиотики и пребиотики
• Механизмы действия пребиотиков
• Роль углеводов в болезнях человека через регуляцию несбалансированной кишечной микробиоты
• Пребиотики и бифидобактерии
• Растительная клетчатка защищает от диабета
• Продукт распада клетчатки не дает переедать
• Питание для микрофлоры
• Как пищевые волокна помогают защититься от патогенов

Литература

1. Hu, F.B.; Rimm, E.B.; Stampfer, M.J.; Ascherio, A.; Spiegelman, D.; Willett, W.C. Prospective study of major dietary patterns and risk of coronary heart disease in men. Am. J. Clin. Nutr. 2000, 72, 912–921. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
2. van Dam, R.M.; Rimm, E.B.; Willett, W.C.; Stampfer, M.J.; Hu, F.B. Dietary patterns and risk for type 2 diabetes mellitus in U.S. men. Ann. Intern. Med. 2002, 136, 201–209. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
3. Strate, L.L.; Keeley, B.R.; Cao, Y.; Wu, K.; Giovannucci, E.L.; Chan, A.T. Western Dietary Pattern Increases, and Prudent Dietary Pattern Decreases, Risk of Incident Diverticulitis in a Prospective Cohort Study. Gastroenterology 2017, 152, 1023–1030.e2. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
4. Christ, A.; Lauterbach, M.; Latz, E. Western Diet and the Immune System: An Inflammatory Connection. Immunity 2019, 51, 794–811. [Google Scholar] [CrossRef]
5. Sdona, E.; Georgakou, A.V.; Ekström, S.; Bergström, A. Dietary Fibre Intake in Relation to Asthma, Rhinitis and Lung Function Impairment—A Systematic Review of Observational Studies. Nutrients 2021, 13, 3594. [Google Scholar] [CrossRef]
6. Larrosa, S.; Luque, V.; Grote, V.; Closa-Monasterolo, R.; Ferré, N.; Koletzko, B.; Verduci, E.; Gruszfeld, D.; Xhonneux, A.; Escribano, J. Fibre Intake Is Associated with Cardiovascular Health in European Children. Nutrients 2020, 13, 12. [Google Scholar] [CrossRef]
7. O’Keefe, S.J. Diet, microorganisms and their metabolites, and colon cancer. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 2016, 13, 691–706. [Google Scholar] [CrossRef]
8. Zhao, L.; Zhang, F.; Ding, X.; Wu, G.; Lam, Y.Y.; Wang, X.; Fu, H.; Xue, X.; Lu, C.; Ma, J.; et al. Gut bacteria selectively promoted by dietary fibers alleviate type 2 diabetes. Science 2018, 359, 1151–1156. [Google Scholar] [CrossRef]
9. Canfora, E.E.; Meex, R.C.R.; Venema, K.; Blaak, E.E. Gut microbial metabolites in obesity, NAFLD and T2DM. Nat. Rev. Endocrinol. 2019, 15, 261–273. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
10. Dinan, T.G.; Cryan, J.F. The Microbiome-Gut-Brain Axis in Health and Disease. Gastroenterol. Clin. N. Am. 2017, 46, 77–89. [Google Scholar] [CrossRef]
11. Stephen, A.M.; Champ, M.M.; Cloran, S.J.; Fleith, M.; van Lieshout, L.; Mejborn, H.; Burley, V.J. Dietary fibre in Europe: Current state of knowledge on definitions, sources, recommendations, intakes and relationships to health. Nutr. Res. Rev. 2017, 30, 149–190. [Google Scholar] [CrossRef]
12. Davani-Davari, D.; Negahdaripour, M.; Karimzadeh, I.; Seifan, M.; Mohkam, M.; Masoumi, S.J.; Berenjian, A.; Ghasemi, Y. Prebiotics: Definition, Types, Sources, Mechanisms, and Clinical Applications. Foods 2019, 8, 92. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
13. Lovegrove, A.; Edwards, C.H.; De Noni, I.; Patel, H.; El, S.N.; Grassby, T.; Zielke, C.; Ulmius, M.; Nilsson, L.; Butterworth, P.J.; et al. Role of polysaccharides in food, digestion, and health. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2017, 57, 237–253. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
14. Williams, B.A.; Mikkelsen, D.; Flanagan, B.M.; Gidley, M.J. “Dietary fibre”: Moving beyond the “soluble/insoluble” classification for monogastric nutrition, with an emphasis on humans and pigs. J. Anim. Sci. Biotechnol. 2019, 10, 45. [Google Scholar] [CrossRef]
15. O’Grady, J.; O’Connor, E.M.; Shanahan, F. Review article: Dietary fibre in the era of microbiome science. Aliment. Pharmacol. Ther. 2019, 49, 506–515. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
16. Takahashi, T.; Karita, S.; Ogawa, N.; Goto, M. Crystalline cellulose reduces plasma glucose concentrations and stimulates water absorption by increasing the digesta viscosity in rats. J. Nutr. 2005, 135, 2405–2410. [Google Scholar] [CrossRef]
17. McRorie, J.W., Jr.; McKeown, N.M. Understanding the Physics of Functional Fibers in the Gastrointestinal Tract: An Evidence-Based Approach to Resolving Enduring Misconceptions about Insoluble and Soluble Fiber. J. Acad. Nutr. Diet. 2017, 117, 251–264. [Google Scholar] [CrossRef]
18. Gill, S.K.; Rossi, M.; Bajka, B.; Whelan, K. Dietary fibre in gastrointestinal health and disease. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 2021, 18, 101–116. [Google Scholar] [CrossRef]
19. Staller, K.; Song, M.; Grodstein, F.; Whitehead, W.E.; Matthews, C.A.; Kuo, B.; Chan, A.T. Increased Long-Term Dietary Fiber Intake Is Associated with a Decreased Risk of Fecal Incontinence in Older Women. Gastroenterology 2018, 155, 661–667.e1. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
20. Koh, A.; De Vadder, F.; Kovatcheva-Datchary, P.; Bäckhed, F. From Dietary Fiber to Host Physiology: Short-Chain Fatty Acids as Key Bacterial Metabolites. Cell 2016, 165, 1332–1345. [Google Scholar] [CrossRef]
21. Chawla, R.; Patil, G. Soluble dietary fiber. Compr. Rev. Food Sci. Food Saf. 2010, 9, 178–196. [Google Scholar] [CrossRef]
22. Ralet, M.C.; Dronnet, V.; Buchholt, H.C.; Thibault, J.F. Enzymatically and chemically de-esterified lime pectins: Characterisation, polyelectrolyte behaviour and calcium binding properties. Carbohydr. Res. 2001, 336, 117–125. [Google Scholar] [CrossRef]
23. Nasatto, P.L.; Pignon, F.; Silveira, J.L.M.; Duarte, M.E.R.; Noseda, M.D.; Rinaudo, M. Methylcellulose, a Cellulose Derivative with Original Physical Properties and Extended Applications. Polymers 2015, 7, 777–803. [Google Scholar] [CrossRef]
24. Birt, D.F.; Boylston, T.; Hendrich, S.; Jane, J.L.; Hollis, J.; Li, L.; McClelland, J.; Moore, S.; Phillips, G.J.; Rowling, M.; et al. Resistant starch: Promise for improving human health. Adv. Nutr. 2013, 4, 587–601. [Google Scholar] [CrossRef]
25. Hamaker, B.R.; Tuncil, Y.E. A perspective on the complexity of dietary fiber structures and their potential effect on the gut microbiota. J. Mol. Biol. 2014, 426, 3838–3850. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
26. Payling, L.; Fraser, K.; Loveday, S.M.; Sims, I.; Roy, N.; McNabb, W. The effects of carbohydrate structure on the composition and functionality of the human gut microbiota. Trends Food Sci. Technol. 2020, 97, 233–248. [Google Scholar] [CrossRef]
27. Gibson, G.R.; Hutkins, R.; Sanders, M.E.; Prescott, S.L.; Reimer, R.A.; Salminen, S.J.; Scott, K.; Stanton, C.; Swanson, K.S.; Cani, P.D.; et al. Expert consensus document: The International Scientific Association for Probiotics and Prebiotics (ISAPP) consensus statement on the definition and scope of prebiotics. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 2017, 14, 491–502. [Google Scholar] [CrossRef]
28. Sanders, M.E.; Merenstein, D.J.; Reid, G.; Gibson, G.R.; Rastall, R.A. Probiotics and prebiotics in intestinal health and disease: From biology to the clinic. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 2019, 16, 605–616. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
29. Wilson, B.; Whelan, K. Prebiotic inulin-type fructans and galacto-oligosaccharides: Definition, specificity, function, and application in gastrointestinal disorders. J. Gastroenterol. Hepatol. 2017, 32 (Suppl. 1), 64–68. [Google Scholar] [CrossRef]
30. Wu, J.; Yang, R.; Gao, M.; Zhang, H.; Zhan, X. Synthesis of functional oligosaccharides and their derivatives through cocultivation and cellular NTP regeneration. Adv. Appl. Microbiol. 2021, 115, 35–63. [Google Scholar] [CrossRef]
31. Man, S.; Liu, T.; Yao, Y.; Lu, Y.; Ma, L.; Lu, F. Friend or foe? The roles of inulin-type fructans. Carbohydr. Polym. 2021, 252, 117155. [Google Scholar] [CrossRef]
32. Bulmer, G.S.; de Andrade, P.; Field, R.A.; van Munster, J.M. Recent advances in enzymatic synthesis of β-glucan and cellulose. Carbohydr. Res. 2021, 508, 108411. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
33. Schmitz, K.; Protzko, R.; Zhang, L.; Benz, J.P. Spotlight on fungal pectin utilization—From phytopathogenicity to molecular recognition and industrial applications. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2019, 103, 2507–2524. [Google Scholar] [CrossRef]
34. Barak, S.; Mudgil, D.; Taneja, S. Exudate gums: Chemistry, properties and food applications—A review. J. Sci. Food Agric. 2020, 100, 2828–2835. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
35. McRorie, J.W.; Daggy, B.P.; Morel, J.G.; Diersing, P.S.; Miner, P.B.; Robinson, M. Psyllium is superior to docusate sodium for treatment of chronic constipation. Aliment. Pharmacol. Ther. 1998, 12, 491–497. [Google Scholar] [CrossRef]
36. McRorie, J. Clinical data support that psyllium is not fermented in the gut. Am. J. Gastroenterol. 2013, 108, 1541. [Google Scholar] [CrossRef]
37. Souza, P.R.; de Oliveira, A.C.; Vilsinski, B.H.; Kipper, M.J.; Martins, A.F. Polysaccharide-Based Materials Created by Physical Processes: From Preparation to Biomedical Applications. Pharmaceutics 2021, 13, 621. [Google Scholar] [CrossRef]
38. Topping, D.L.; Oakenfull, D.; Trimble, R.P.; Illman, R.J. A viscous fibre (methylcellulose) lowers blood glucose and plasma triacylglycerols and increases liver glycogen independently of volatile fatty acid production in the rat. Br. J. Nutr. 1988, 59, 21–30. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
39. Bello-Perez, L.A.; Flores-Silva, P.C.; Agama-Acevedo, E.; Tovar, J. Starch digestibility: Past, present, and future. J. Sci. Food Agric. 2020, 100, 5009–5016. [Google Scholar] [CrossRef]
40. DeMartino, P.; Cockburn, D.W. Resistant starch: Impact on the gut microbiome and health. Curr. Opin. Biotechnol. 2020, 61, 66–71. [Google Scholar] [CrossRef]
41. Tandon, D.; Haque, M.M.; Gote, M.; Jain, M.; Bhaduri, A.; Dubey, A.K.; Mande, S.S. A prospective randomized, double-blind, placebo-controlled, dose-response relationship study to investigate efficacy of fructo-oligosaccharides (FOS) on human gut microflora. Sci. Rep. 2019, 9, 5473. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
42. Yang, X.D.; Wang, L.K.; Wu, H.Y.; Jiao, L. Effects of prebiotic galacto-oligosaccharide on postoperative cognitive dysfunction and neuroinflammation through targeting of the gut-brain axis. BMC Anesthesiol. 2018, 18, 177. [Google Scholar] [CrossRef]
43. Song, X.; Zhong, L.; Lyu, N.; Liu, F.; Li, B.; Hao, Y.; Xue, Y.; Li, J.; Feng, Y.; Ma, Y.; et al. Inulin Can Alleviate Metabolism Disorders in ob/ob Mice by Partially Restoring Leptin-related Pathways Mediated by Gut Microbiota. Genom. Proteom. Bioinform. 2019, 17, 64–75. [Google Scholar] [CrossRef]
44. Holscher, H.D.; Bauer, L.L.; Gourineni, V.; Pelkman, C.L.; Fahey, G.C., Jr.; Swanson, K.S. Agave Inulin Supplementation Affects the Fecal Microbiota of Healthy Adults Participating in a Randomized, Double-Blind, Placebo-Controlled, Crossover Trial. J. Nutr. 2015, 145, 2025–2032. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
45. Shen, R.L.; Dang, X.Y.; Dong, J.L.; Hu, X.Z. Effects of oat β-glucan and barley β-glucan on fecal characteristics, intestinal microflora, and intestinal bacterial metabolites in rats. J. Agric. Food Chem. 2012, 60, 11301–11308. [Google Scholar] [CrossRef]
46. Mao, G.; Li, S.; Orfila, C.; Shen, X.; Zhou, S.; Linhardt, R.J.; Ye, X.; Chen, S. Depolymerized RG-I-enriched pectin from citrus segment membranes modulates gut microbiota, increases SCFA production, and promotes the growth of Bifidobacterium spp., Lactobacillus spp. and Faecalibaculum spp. Food Funct. 2019, 10, 7828–7843. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
47. Beukema, M.; Akkerman, R.; Jermendi, E.; Koster, T.; Laskewitz, A.; Kong, C.; Schols, H.A.; Faas, M.M.; de Vos, P. Pectins that Structurally Differ in the Distribution of Methyl-Esters Attenuate Citrobacter rodentium-Induced Colitis. Mol. Nutr. Food Res. 2021, 65, 2100346. [Google Scholar] [CrossRef]
48. Calame, W.; Weseler, A.R.; Viebke, C.; Flynn, C.; Siemensma, A.D. Gum arabic establishes prebiotic functionality in healthy human volunteers in a dose-dependent manner. Br. J. Nutr. 2008, 100, 1269–1275. [Google Scholar] [CrossRef]
49. Rawi, M.H.; Abdullah, A.; Ismail, A.; Sarbini, S.R. Manipulation of Gut Microbiota Using Acacia Gum Polysaccharide. ACS Omega 2021, 6, 17782–17797. [Google Scholar] [CrossRef]
50. Kawakami, S.; Han, K.H.; Araki, T.; Ohba, K.; Wakabayashi, T.; Shimada, K.; Fukushima, M. Potato powders prepared by successive cooking-process depending on resistant starch content affect the intestinal fermentation in rats. Biosci. Biotechnol. Biochem. 2017, 81, 359–364. [Google Scholar] [CrossRef]
51. Li, T.; Teng, H.; An, F.; Huang, Q.; Chen, L.; Song, H. The beneficial effects of purple yam (Dioscorea alata L.) resistant starch on hyperlipidemia in high-fat-fed hamsters. Food Funct. 2019, 10, 2642–2650. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
52. Zeng, H.; Zheng, Y.; Lin, Y.; Huang, C.; Lin, S.; Zheng, B.; Zhang, Y. Effect of fractionated lotus seed resistant starch on proliferation of Bifidobacterium longum and Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus and its structural changes following fermentation. Food Chem. 2018, 268, 134–142. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
53. The Human Microbiome Project Consortium. Structure, function and diversity of the healthy human microbiome. Nature 2012, 486, 207–214. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
54. Sender, R.; Fuchs, S.; Milo, R. Revised Estimates for the Number of Human and Bacteria Cells in the Body. PLoS Biol. 2016, 14, e1002533. [Google Scholar] [CrossRef]
55. Almeida, A.; Nayfach, S.; Boland, M.; Strozzi, F.; Beracochea, M.; Shi, Z.J.; Pollard, K.S.; Sakharova, E.; Parks, D.H.; Hugenholtz, P.; et al. A unified catalog of 204,938 reference genomes from the human gut microbiome. Nat. Biotechnol. 2021, 39, 105–114. [Google Scholar] [CrossRef]
56. Costea, P.I.; Hildebrand, F.; Arumugam, M.; Backhed, F.; Blaser, M.J.; Bushman, F.D.; de Vos, W.M.; Ehrlich, S.D.; Fraser, C.M.; Hattori, M.; et al. Enterotypes in the landscape of gut microbial community composition. Nat. Microbiol. 2018, 3, 8–16. [Google Scholar] [CrossRef]
57. Singh, R.P. Glycan utilisation system in Bacteroides and Bifidobacteria and their roles in gut stability and health. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2019, 103, 7287–7315. [Google Scholar] [CrossRef]
58. Flint, H.J.; Scott, K.P.; Duncan, S.H.; Louis, P.; Forano, E. Microbial degradation of complex carbohydrates in the gut. Gut Microbes 2012, 3, 289–306. [Google Scholar] [CrossRef]
59. Leitch, E.C.; Walker, A.W.; Duncan, S.H.; Holtrop, G.; Flint, H.J. Selective colonization of insoluble substrates by human faecal bacteria. Environ. Microbiol. 2007, 9, 667–679. [Google Scholar] [CrossRef]
60. Ze, X.; Duncan, S.H.; Louis, P.; Flint, H.J. Ruminococcus bromii is a keystone species for the degradation of resistant starch in the human colon. ISME J. 2012, 6, 1535–1543. [Google Scholar] [CrossRef]
61. El Kaoutari, A.; Armougom, F.; Gordon, J.I.; Raoult, D.; Henrissat, B. The abundance and variety of carbohydrate-active enzymes in the human gut microbiota. Nat. Rev. Microbiol. 2013, 11, 497–504. [Google Scholar] [CrossRef]
62. Foley, M.H.; Cockburn, D.W.; Koropatkin, N.M. The Sus operon: A model system for starch uptake by the human gut Bacteroidetes. Cell. Mol. Life Sci. 2016, 73, 2603–2617. [Google Scholar] [CrossRef]
63. Martens, E.C.; Lowe, E.C.; Chiang, H.; Pudlo, N.A.; Wu, M.; McNulty, N.P.; Abbott, D.W.; Henrissat, B.; Gilbert, H.J.; Bolam, D.N.; et al. Recognition and degradation of plant cell wall polysaccharides by two human gut symbionts. PLoS Biol. 2011, 9, e1001221. [Google Scholar] [CrossRef]
64. Shortt, C.; Hasselwander, O.; Meynier, A.; Nauta, A.; Fernandez, E.N.; Putz, P.; Rowland, I.; Swann, J.; Turk, J.; Vermeiren, J.; et al. Systematic review of the effects of the intestinal microbiota on selected nutrients and non-nutrients. Eur. J. Nutr. 2018, 57, 25–49. [Google Scholar] [CrossRef]
65. Milani, C.; Lugli, G.A.; Duranti, S.; Turroni, F.; Bottacini, F.; Mangifesta, M.; Sanchez, B.; Viappiani, A.; Mancabelli, L.; Taminiau, B.; et al. Genomic encyclopedia of type strains of the genus Bifidobacterium. Appl. Environ. Microbiol. 2014, 80, 6290–6302. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
66. Koropatkin, N.M.; Cameron, E.A.; Martens, E.C. How glycan metabolism shapes the human gut microbiota. Nat. Rev. Microbiol. 2012, 10, 323–335. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
67. Holscher, H.D. Dietary fiber and prebiotics and the gastrointestinal microbiota. Gut Microbes 2017, 8, 172–184. [Google Scholar] [CrossRef]
68. Baxter, N.T.; Schmidt, A.W.; Venkataraman, A.; Kim, K.S.; Waldron, C.; Schmidt, T.M. Dynamics of Human Gut Microbiota and Short-Chain Fatty Acids in Response to Dietary Interventions with Three Fermentable Fibers. mBio 2019, 10, e02566-18. [Google Scholar] [CrossRef]
69. Tap, J.; Furet, J.P.; Bensaada, M.; Philippe, C.; Roth, H.; Rabot, S.; Lakhdari, O.; Lombard, V.; Henrissat, B.; Corthier, G.; et al. Gut microbiota richness promotes its stability upon increased dietary fibre intake in healthy adults. Environ. Microbiol. 2015, 17, 4954–4964. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
70. Shang, W.; Si, X.; Zhou, Z.; Li, Y.; Strappe, P.; Blanchard, C. Characterization of fecal fat composition and gut derived fecal microbiota in high-fat diet fed rats following intervention with chito-oligosaccharide and resistant starch complexes. Food Funct. 2017, 8, 4374–4383. [Google Scholar] [CrossRef]
71. Larsson, J.M.; Karlsson, H.; Sjovall, H.; Hansson, G.C. A complex, but uniform O-glycosylation of the human MUC2 mucin from colonic biopsies analyzed by nanoLC/MSn. Glycobiology 2009, 19, 756–766. [Google Scholar] [CrossRef]
72. Johansson, M.E.; Phillipson, M.; Petersson, J.; Velcich, A.; Holm, L.; Hansson, G.C. The inner of the two Muc2 mucin-dependent mucus layers in colon is devoid of bacteria. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2008, 105, 15064–15069. [Google Scholar] [CrossRef]
73. Wrzosek, L.; Miquel, S.; Noordine, M.L.; Bouet, S.; Chevalier-Curt, M.J.; Robert, V.; Philippe, C.; Bridonneau, C.; Cherbuy, C.; Robbe-Masselot, C.; et al. Bacteroides thetaiotaomicron and Faecalibacterium prausnitzii influence the production of mucus glycans and the development of goblet cells in the colonic epithelium of a gnotobiotic model rodent. BMC Biol. 2013, 11, 61. [Google Scholar] [CrossRef]
74. Windey, K.; De Preter, V.; Verbeke, K. Relevance of protein fermentation to gut health. Mol. Nutr. Food Res. 2012, 56, 184–196. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
75. Schroeder, B.O.; Birchenough, G.M.H.; Stahlman, M.; Arike, L.; Johansson, M.E.V.; Hansson, G.C.; Backhed, F. Bifidobacteria or Fiber Protects against Diet-Induced Microbiota-Mediated Colonic Mucus Deterioration. Cell Host Microbe 2018, 23, 27–40.e7. [Google Scholar] [CrossRef]
76. Makki, K.; Deehan, E.C.; Walter, J.; Backhed, F. The Impact of Dietary Fiber on Gut Microbiota in Host Health and Disease. Cell Host Microbe 2018, 23, 705–715. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
77. Zou, J.; Chassaing, B.; Singh, V.; Pellizzon, M.; Ricci, M.; Fythe, M.D.; Kumar, M.V.; Gewirtz, A.T. Fiber-Mediated Nourishment of Gut Microbiota Protects against Diet-Induced Obesity by Restoring IL-22-Mediated Colonic Health. Cell Host Microbe 2018, 23, 41–53.e4. [Google Scholar] [CrossRef]
78. Burton-Freeman, B. Dietary fiber and energy regulation. J. Nutr. 2000, 130, 272S–275S. [Google Scholar] [CrossRef]
79. Howarth, N.C.; Saltzman, E.; Roberts, S.B. Dietary fiber and weight regulation. Nutr. Rev. 2001, 59, 129–139. [Google Scholar] [CrossRef]
80. Ratanpaul, V.; Williams, B.A.; Black, J.L.; Gidley, M.J. Review: Effects of fibre, grain starch digestion rate and the ileal brake on voluntary feed intake in pigs. Animal 2019, 13, 2745–2754. [Google Scholar] [CrossRef]
81. Benton, D.; Young, H.A. Reducing Calorie Intake May Not Help You Lose Body Weight. Perspect. Psychol. Sci. 2017, 12, 703–714. [Google Scholar] [CrossRef]
82. Jia, W.; Xie, G.; Jia, W. Bile acid-microbiota crosstalk in gastrointestinal inflammation and carcinogenesis. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 2018, 15, 111–128. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
83. Ridlon, J.M.; Kang, D.J.; Hylemon, P.B. Bile salt biotransformations by human intestinal bacteria. J. Lipid Res. 2006, 47, 241–259. [Google Scholar] [CrossRef]
84. Chiang, J.Y. Bile acids: Regulation of synthesis. J. Lipid Res. 2009, 50, 1955–1966. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
85. Chiang, J.Y.L.; Ferrell, J.M. Bile Acids as Metabolic Regulators and Nutrient Sensors. Annu. Rev. Nutr. 2019, 39, 175–200. [Google Scholar] [CrossRef]
86. Baye, K.; Guyot, J.P.; Mouquet-Rivier, C. The unresolved role of dietary fibers on mineral absorption. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2017, 57, 949–957. [Google Scholar] [CrossRef]
87. Bosscher, D.; Van Caillie-Bertrand, M.; Deelstra, H. Effect of thickening agents, based on soluble dietary fiber, on the availability of calcium, iron, and zinc from infant formulas. Nutrition 2001, 17, 614–618. [Google Scholar] [CrossRef]
88. Fung, K.Y.; Cosgrove, L.; Lockett, T.; Head, R.; Topping, D.L. A review of the potential mechanisms for the lowering of colorectal oncogenesis by butyrate. Br. J. Nutr. 2012, 108, 820–831. [Google Scholar] [CrossRef]
89. Chang, P.V.; Hao, L.; Offermanns, S.; Medzhitov, R. The microbial metabolite butyrate regulates intestinal macrophage function via histone deacetylase inhibition. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2014, 111, 2247–2252. [Google Scholar] [CrossRef]
90. Singh, N.; Thangaraju, M.; Prasad, P.D.; Martin, P.M.; Lambert, N.A.; Boettger, T.; Offermanns, S.; Ganapathy, V. Blockade of dendritic cell development by bacterial fermentation products butyrate and propionate through a transporter (Slc5a8)-dependent inhibition of histone deacetylases. J. Biol. Chem. 2010, 285, 27601–27608. [Google Scholar] [CrossRef]
91. Furusawa, Y.; Obata, Y.; Fukuda, S.; Endo, T.A.; Nakato, G.; Takahashi, D.; Nakanishi, Y.; Uetake, C.; Kato, K.; Kato, T.; et al. Commensal microbe-derived butyrate induces the differentiation of colonic regulatory T cells. Nature 2013, 504, 446–450. [Google Scholar] [CrossRef]
92. Arpaia, N.; Campbell, C.; Fan, X.; Dikiy, S.; van der Veeken, J.; deRoos, P.; Liu, H.; Cross, J.R.; Pfeffer, K.; Coffer, P.J.; et al. Metabolites produced by commensal bacteria promote peripheral regulatory T-cell generation. Nature 2013, 504, 451–455. [Google Scholar] [CrossRef]
93. Nepelska, M.; Cultrone, A.; Beguet-Crespel, F.; Le Roux, K.; Dore, J.; Arulampalam, V.; Blottiere, H.M. Butyrate produced by commensal bacteria potentiates phorbol esters induced AP-1 response in human intestinal epithelial cells. PLoS ONE 2012, 7, e52869. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
94. Brown, A.J.; Goldsworthy, S.M.; Barnes, A.A.; Eilert, M.M.; Tcheang, L.; Daniels, D.; Muir, A.I.; Wigglesworth, M.J.; Kinghorn, I.; Fraser, N.J.; et al. The Orphan G protein-coupled receptors GPR41 and GPR43 are activated by propionate and other short chain carboxylic acids. J. Biol. Chem. 2003, 278, 11312–11319. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
95. Singh, N.; Gurav, A.; Sivaprakasam, S.; Brady, E.; Padia, R.; Shi, H.; Thangaraju, M.; Prasad, P.D.; Manicassamy, S.; Munn, D.H.; et al. Activation of Gpr109a, receptor for niacin and the commensal metabolite butyrate, suppresses colonic inflammation and carcinogenesis. Immunity 2014, 40, 128–139. [Google Scholar] [CrossRef]
96. Macia, L.; Tan, J.; Vieira, A.T.; Leach, K.; Stanley, D.; Luong, S.; Maruya, M.; McKenzie, C.I.; Hijikata, A.; Wong, C.; et al. Metabolite-sensing receptors GPR43 and GPR109A facilitate dietary fibre-induced gut homeostasis through regulation of the inflammasome. Nat. Commun. 2015, 6, 6734. [Google Scholar] [CrossRef]
97. Kimura, I.; Ozawa, K.; Inoue, D.; Imamura, T.; Kimura, K.; Maeda, T.; Terasawa, K.; Kashihara, D.; Hirano, K.; Tani, T.; et al. The gut microbiota suppresses insulin-mediated fat accumulation via the short-chain fatty acid receptor GPR43. Nat. Commun. 2013, 4, 1829. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
98. Samuel, B.S.; Shaito, A.; Motoike, T.; Rey, F.E.; Backhed, F.; Manchester, J.K.; Hammer, R.E.; Williams, S.C.; Crowley, J.; Yanagisawa, M.; et al. Effects of the gut microbiota on host adiposity are modulated by the short-chain fatty-acid binding G protein-coupled receptor, Gpr41. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2008, 105, 16767–16772. [Google Scholar] [CrossRef]
99. Eswaran, S.; Muir, J.; Chey, W.D. Fiber and functional gastrointestinal disorders. Am. J. Gastroenterol. 2013, 108, 718–727. [Google Scholar] [CrossRef]
100. El-Salhy, M.; Gundersen, D. Diet in irritable bowel syndrome. Nutr. J. 2015, 14, 36. [Google Scholar] [CrossRef]
101. Riedl, J.; Linseisen, J.; Hoffmann, J.; Wolfram, G. Some dietary fibers reduce the absorption of carotenoids in women. J. Nutr. 1999, 129, 2170–2176. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
102. Ten Bruggencate, S.J.; Bovee-Oudenhoven, I.M.; Lettink-Wissink, M.L.; Van der Meer, R. Dietary fructooligosaccharides increase intestinal permeability in rats. J. Nutr. 2005, 135, 837–842. [Google Scholar] [CrossRef]
103. Singh, V.; Yeoh, B.S.; Chassaing, B.; Xiao, X.; Saha, P.; Olvera, R.A.; Lapek, J.D., Jr.; Zhang, L.; Wang, W.B.; Hao, S.; et al. Dysregulated Microbial Fermentation of Soluble Fiber Induces Cholestatic Liver Cancer. Cell 2018, 175, 679–694.e22. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
104. Bernstein, H.; Bernstein, C.; Payne, C.M.; Dvorak, K. Bile acids as endogenous etiologic agents in gastrointestinal cancer. World J. Gastroenterol. 2009, 15, 3329–3340. [Google Scholar] [CrossRef]
105. Zhang, C.; Zhang, M.; Wang, S.; Han, R.; Cao, Y.; Hua, W.; Mao, Y.; Zhang, X.; Pang, X.; Wei, C.; et al. Interactions between gut microbiota, host genetics and diet relevant to development of metabolic syndromes in mice. ISME J. 2010, 4, 232–241. [Google Scholar] [CrossRef]
106. Mozaffarian, D.; Hao, T.; Rimm, E.B.; Willett, W.C.; Hu, F.B. Changes in diet and lifestyle and long-term weight gain in women and men. N. Engl. J. Med. 2011, 364, 2392–2404. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]
107. Wang, T.; Cai, G.; Qiu, Y.; Fei, N.; Zhang, M.; Pang, X.; Jia, W.; Cai, S.; Zhao, L. Structural segregation of gut microbiota between colorectal cancer patients and healthy volunteers. ISME J. 2012, 6, 320–329. [Google Scholar] [CrossRef]
108. O’Keefe, S.J.; Li, J.V.; Lahti, L.; Ou, J.; Carbonero, F.; Mohammed, K.; Posma, J.M.; Kinross, J.; Wahl, E.; Ruder, E.; et al. Fat, fibre and cancer risk in African Americans and rural Africans. Nat. Commun. 2015, 6, 6342. [Google Scholar] [CrossRef]
109. Nilsson, A.C.; Johansson-Boll, E.V.; Bjorck, I.M. Increased gut hormones and insulin sensitivity index following a 3-d intervention with a barley kernel-based product: A randomised cross-over study in healthy middle-aged subjects. Br. J. Nutr. 2015, 114, 899–907. [Google Scholar] [CrossRef]
110. Nicolucci, A.C.; Hume, M.P.; Martinez, I.; Mayengbam, S.; Walter, J.; Reimer, R.A. Prebiotics Reduce Body Fat and Alter Intestinal Microbiota in Children Who Are Overweight or With Obesity. Gastroenterology 2017, 153, 711–722. [Google Scholar] [CrossRef]
111. Davison, K.M.; Temple, N.J. Cereal fiber, fruit fiber, and type 2 diabetes: Explaining the paradox. J. Diabetes Its Complicat. 2018, 32, 240–245. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]